Український антарктичний журнал

№ 16 (2017): Український антарктичний журнал
Articles

Від гібернації тварин до гіпометаболізму людини: клітинні механізми природного та штучного гіпобіозу

PDF (English)
  • С. В. Рєпіна,
  • О. А. Нардід,
  • О. В. Шило,
  • І. Ф. Коваленко
С. В. Рєпіна
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України, м. Харків
О. А. Нардід
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України, м. Харків
О. В. Шило
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України, м. Харків
І. Ф. Коваленко
Інститут проблем кріобіології і кріомедицини НАН України, м. Харків
DOI: https://doi.org/10.33275/1727-7485.16.2017.74
Опубліковано December 29, 2017
Ключові слова
  • штучний та природний гіпобіоз,
  • ссавці,
  • знижена температура тіла,
  • еритроцити,
  • осмотична стійкість,
  • форми гемоглобіну,
  • мікров’язкість цитозолю
    • ...Більше
    Менше
Як цитувати
Рєпіна, С. В., Нардід, О. А., Шило, О. В., & Коваленко, І. Ф. (2017). Від гібернації тварин до гіпометаболізму людини: клітинні механізми природного та штучного гіпобіозу. Український антарктичний журнал, (16), 158-166. https://doi.org/10.33275/1727-7485.16.2017.74
Creative Commons License

Ця робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

Анотація

Мета: проведення порівняльних досліджень структурно-функціональної відповіді еритроцитів щурів та хом’яків на перебування тварин у стані штучного гіпобіозу за умов гіпотермії-гіпоксії-гіперкапнії та вихід з нього. Методи: досліджували еритроцити щурів та хом’яків: контрольних, у стані штучного гіпобіозу, через 2 і 24 години після нього, а також зимосплячих хом’яків. Осмотичну стійкість визначали за методом малокутового світлорозсіювання. Відносний вміст форм гемоглобіну (окси-, дезокси- та метHb) визначали за допомогою диференціальної спектрофотометрії. Мікров’язкість цитозолю оцінювали в діапазоні 37-0°C за методом ЕПР спінових зондів. Результати: стан штучного гіпобіозу характеризувався зниженням температури тіла (до 16°C), однаковим для гомойотермних і гетеротермних ссавців. Це супроводжувалося змінами осмотичної стійкості, відносного вмісту форм гемоглобіну, мікров’язкості цитозолю еритроцитів. Через 2 години після гіпобіотичного стану фізіологічні показники тварин наближалися до норми, проте спостерігалося значне підвищення осмотичної стійкості та збільшення відносного вмісту оксигемоглобіну. Зміни параметрів еритроцитів зберігалися до 24 годин пост-гіпобіотичного стану. Реакції еритроцитів на природний та штучний гіпобіози мали як спільні, так і особливі риси. Виявлені сезонні відмінності у реакціях цитозолю еритроцитів гомойотермів і гетеротермів. Висновки: спостерігалася реакція еритроцитів in vivo на фізіологічні перебудови, що викликані станом штучного гіпобіозу як у гетеротермних, так і у гомойотермних ссавців. Виражені зміни структурно-функціонального стану еритроцитів зберігалися протягом 24 годин пост-гіпобіотичного стану, у той час, як фізіологічний стан тварин наближався до норми вже через 2 години. Наявність слідових реакцій еритроцитів ссавців після знаходження у стані гіпобіозу дозволяє розглядати модель штучного гіпобіозу перспективною для прояснення клітинних механізмів індукції контрольованого гіпометаболізму.

PDF (English)

Посилання

  1. Aksyonova, G.E., Logvinovich, O.S., Fialkovskaya, L.A., Afanasyev, V.N., Ignat'ev, D.A., Kolomiytseva I.K. 2010. Ornithine Decarboxylase Activity in Rat Organs and Tissues under Artificial Hypobiosis. Biochemistry (Moscow), 75, 1126-1131. https://doi.org/10.1134/S0006297910090051.
  2. Andjus, R.K., Smith, A.U. 1955. Reanimation of adult rats from body temperature between 0 and +2C. J Physiol., 128, 446-472. https://doi.org/10.1113/jphysiol.1955.sp005318.
  3. Bradbury, J., 2001. How hibernators might one day solve medical problems. Lancet, 358, 1164. https://doi.org/10.1016/S0140-6736(01)06313-9.
  4. Campanella, M.E., Chu, H., Low, P.S. 2005. Assembly and regulation of a glycolytic enzyme complex on the human erythrocyte membrane. Proc Natl Acad Sci USA, 102, 2402-2407. https://doi.org/10.1073/pnas.0409741102.
  5. Colugnati, D.B., Arida, R.M., Cravo, S.L., Schoorlemmer, G.H., de Almeida, A.C., Cavalheiro, E.A., Scorza, F.A. 2008. Hibernating mammals in sudden cardiac death in epilepsy: What do they tell us? Med Hypotheses, 70, 929-932. https://doi.org/10.1016/j.mehy.2007.10.005.
  6. Dirkes, MC, Milstein, DM, Heger, M, van Gulik, TM. 2015. Absence of hydrogen sulfide-induced hypometabolism in pigs: a mechanistic explanation in relation to small nonhibernating mammals. Eur Surg Res., 54, 178-191. https://doi.org/10.1159/000369795.
  7. Forte, T., Leto, T.L., Minetti, M., Marchesi, V.T. 1985. Protein 4.1 is involved in a structural thermotropic transition of the RBC membrane, detected by a spin-labeled stearic acid. Biochemistry, 24, 7876-7880. https://doi.org/10.1021/bi00348a005.
  8. Gorr, TA. 2017. Hypometabolism as the ultimate defence in stress response: how the comparative approach helps understanding of medically relevant questions. Acta Physiol (Oxf), 219, 409-440. https://doi.org/10.1111/apha.12747.
  9. Green, C. 2000. Mammalian Hibernation - Lessons for Organ Preservation. Cryo Letters, 21, 91-98.
  10. Malatesta, M., Biggiogera, M., Zancanaro C. 2007. Hypometabolic induced state: a potential tool in biomedicine and space exploration. Rev. Environ. Sci. Biotechnol., 6, 47-60. https://doi.org/10.1007/s11157-006-9101-4.
  11. Manno, S., Takakuwa, Y., Mohandas, N. 2005. Modulation of erythrocyte membrane mechanical function by protein 4.1 phosphorylation. J Biol Chem., 280, 7581-7587. https://doi.org/10.1074/jbc.M410650200.
  12. Mel'nychuk, S.D., Mel'nychuk, D.O. 2007. Hypobiosis of animals (molecular mechanisms and practical value for agriculture and medicine). Kiev: NAU, 220.
  13. Mel'nychuk, S.D., Vykhovanets', V.I. 2005. Influence of conditions of artificial hibernation on energy metabolism indices in rats. Ukr Biokhim Zh., 77, 131-135.
  14. Minetti, M., Ceccarini, M., DiStassi, A.M.M. 1984. Characterization of thermotropic structural transitions of the erythrocyte membrane: a biochemical and electron-paramagnetic resonance approach. J Cell Biochem., 25, 73-86. https://doi.org/10.1002/jcb.240250203.
  15. Mullaney, P.F., Dean, P.N. 1970. The small angle light scattering of biological cells. Theoretical consideration. Biophys J., 10, 764-772. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(70)86334-2.
  16. Repina, S.V., Repin, N.V. 1998. Erythrocyte membrane skeleton: a putative participator of adaptive cellular response to temperature variation. Cell Mol Biol Lett., 3, 196-197.
  17. Repina, S.V., Repin, N.V. 2008. Peculiarities of RBCs resistance to acid hemolysis in hibernating mammals. Bioelectrochemistry, 73, 106-109. https://doi.org/10.1016/j.bioelechem.2008.04.009.
  18. Scott, K. L., Lecak, J., Acker J. P. 2005. Biopreservation of Red Blood Cells: Past, Present, and Future. Transfus Med Rev., 19, 127-142. https://doi.org/10.1016/j.tmrv.2004.11.004.
  19. Storey KB, Storey JM. 2010. Metabolic rate depression: the biochemistry of mammalian hibernation. Adv Clin Chem., 52, 77-108. https://doi.org/10.1016/S0065-2423(10)52003-1.
  20. Willis, J.S., Ellory, J.C., Cossins, A.R. 1981. Membranes of mammalian hibernators at low temperatures. In: Morris, G.J., Clarke, A. (eds.), Effects of low temperatures on biological membranes. London, New York: Academic Press.
  21. Zwart, A., Buursma, A., van Kampen, E. A., Oesburg, B., van der Ploeg, P.H.W., Zijlstra, W.G. 1981. A multi- wavelength spectrophotometric method for the simultaneous determination of five haemoglobin derivatives. J Clin Chem Clin Biochem., 19, 457-463. https://doi.org/10.1515/cclm.1981.19.7.457.